IP组特有，肽段数大于2，一筛只有三个蛋白了，怎么办？
在免疫沉淀（IP）实验后进行质谱鉴定时，使用筛选标准“肽段数 > 2”导致仅剩3个特异性蛋白，显著降低了结果数量与下游分析空间。需具体判断标准是否过严，或实验本身背景是否较高、富集效率有限。
请按以下思路分析与调整：
一、核查实验本身与上机数据质量
1、是否设置Input对照？
（1）若无Input，无法区分非特异背景结合，建议补做；
（2）若有Input，需用LFQ或其他定量方法进行背景扣除（如Fold Change 或SAINT分析）。
2、IP富集效率？
（1）可通过WB验证IP抗体是否有效富集目标蛋白；
（2）也可查看靶蛋白在MS数据中是否丰度靠前（PSM数或强度高）。
3、是否有足够的上机量？
上样量不足或质谱灵敏度偏低时，容易只检出少数高丰度蛋白。
二、调整筛选标准前，需明确实验目的
若仅用于筛选候选相互作用蛋白，则肽段数>2确实偏严，建议综合考虑以下指标：
| 指标 | 建议参考值 | 说明 |
| Unique peptides | ≥1 | 若进一步验证可放宽到≥1 |
| PSM | ≥2 | 增加可信度 |
| Score | ≥20–40 | 可结合软件（如MaxQuant、Proteome Discoverer）中打分情况 |
| 是否仅在IP组中出现 | 是 | 判断特异性的重要依据 |
建议策略：
（1）将“肽段数>2”放宽为**≥1**，但增加其它筛选限制（如仅在IP组出现、打分阈值）；
（2）用对照组做背景扣除，筛选Fold Change > 2 且p值<0.05的蛋白；
（3）使用工具如SAINTexpress 或 CRAPome进一步甄别特异相互作用。
三、若蛋白确实很少怎么办？
说明可能存在以下几种情况：
（1）IP抗体或靶蛋白表达量低；
（2）结合蛋白很少或结合不稳定；
（3）非特异背景很高，淹没了真实信号；
（4）上机量不足或数据库搜索参数不合理。
解决方案：
（1）重新评估抗体质量与IP流程（洗涤、缓冲液等）；
（2）采用交联增强结合稳定性；
（3）考虑扩大样本量、提高蛋白浓度；
（4）检查数据库设置是否过窄，如酶切位点设置、修饰类型等。
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